Grupo de Ingeniería de Bioprocesos y Biocatálisis Aplicada (ENG4BIO) (2017 SGR 1462)

Investigadores Responsables: Dr. Francisco Valero Barranco y Dr. Gregorio Álvaro Campos Contacto:

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Estructura del grupo

El grupo está formado por investigadores del Departamento de Ingeniería Química, Biológica y Ambiental y la Planta Piloto de Fermentación de la UAB. Operativamente el grupo se divide en tres laboratorios y un servicio de planta piloto de fermentación:

Organigrama

Personal

Personal

Descripción de la investigación

El objetivo global del grupo es el desarrollo de procesos biotecnológicos para la obtención de productos de interés para las industrias química, farmacéutica, alimentaria y el ámbito de la salud. Por consiguiente, el grupo desarrolla sus actividades en el campo de la llamada Biotecnología Industrial (o Blanca).

Su interés se centra por un lado i) en la producción microbiana de proteínas recombinantes y moléculas de bajo peso molecular (bulk/fine chemicals) en Escherichia coli Pichia pastoris a partir de materias primas renovables, específicamente el grupo se centra en:

  • Ingeniería metabólica para el diseño y mejora de factorías celulares microbianas
  • Desarrollo e intensificación de bioprocesos.

y por otro lado ii) en procesos enzimáticos de síntesis estereoselectiva desarrollando metodologías y estrategias para obtener diversos productos:

  • Biocatalizadores estereoselectivos (aldolasas, lipasas, oxidoreductasas y transaminasas).
  • Productos de interés en el ámbito farmacéutico y de la salud: iminociclitoles, inhibidores de carboxipeptidasas (PIC), antiinflamatorios no esteroideos, proteínas recombinantes de uso terapéutico (enzimas, hormonas, fragmentos de anticuerpos, etc.)
  • Productos para la industria química y alimentaria: intermedios de síntesis química (aminas quirales, alcoholes), productos nutracéuticos, lípidos estructurales, biocombustibles (biodiesel), biolubricantes, etc.

Laboratorio de Ingeniería de Bioprocesos

Los sistemas biológicos escogidos son el procariota E. coli y el eucariota P. pastoris. Se pretende desarrollar metodologías generalizables para establecer estrategias óptimas de operación aplicables a futuras proteínas diana.Para alcanzar este objetivo global se pretende integrar y optimizar diferentes disciplinas, siendo comunes a ambos sistemas biológicos escogidos los objetivos que se enumeran a continuación:

  • Optimización del sistema de expresión a nivel genético.
  • Metodologías generalizadas para establecer estrategias óptimas de operación en producción de proteínas recombinantes, principalmente en operación discontinua alimentada  (fed-batch) con cultivos de elevadas densidades celulares.
  • Monitorización, modelización y control de los procesos  de producción de proteínas recombinantes.
  • Determinación de las estrategias óptimas de crecimiento e inducción para maximizar la producción en términos de productividades y rendimientos.
  • Procesos eficientes e integrados de recuperación y purificación del producto.
  • Cambio de escala.
  • Producción de enzimas microbianos.
  • Producción de productos terapéuticos de uso animal y humano.

Laboratorio de Ingeniería de Sistemas Biológicos

La ingeniería metabólica de sistemas biológicos se centra, fundamentalmente, en microorganismos (levaduras y bacterias), y tiene como objetivo principal la mejora dirigida de estas factorías celulares para su aplicación en bioprocesos, particularmente en la producción recombinante de proteínas en la levadura Pichia pastoris, así como la producción de compuestos químicos de bajo peso molecular (bulk/fine chemicals) en varias levaduras utilizando materias primas residuales como por ejemplo el glicerol proveniente de la síntesis de biodiesel.

Los objetivos de investigación hacen especial énfasis en la aplicación de herramientas, metodologías y principios de la Biología de Sistemas y Biología Sintética en el campo de la Ingeniería Metabólica. Concretamente, en el análisis fisiológico cuantitativo mediante diferentes plataformas analíticas de alto rendimiento u “ómicas” (transcriptómica, fluxómica y metabolómica) conjuntamente con el modelaje del metabolismo de factorías celulares en condiciones de bioproceso, como base de conocimientos para el diseño, construcción y mejora de cepas productoras (Biología sintética) y/o la optimización de procesos de fermentación.

Este programa de investigación tiene como objetivo global integrar y aplicar sus resultados en el contexto de la Ingeniería de Bioprocesos, complementando y colaborando estrechamente con el resto de líneas de investigación del grupo.ç

Laboratorio de Biocatálisi Aplicada

El objetivo principal es la utilización de los biocatalizadores seleccionados, principalmente aldolasas, lipasas, aminotransferasas y oxidoreductasas para síntesis enantioselectivas. La Biocatálisis se ha desarrollado ampliamente en el ámbito de la producción de compuestos conocidos y es aquí donde se han conseguido los máximos logros de eficacia y sostenibilidad con el objetivo primario de obtener procesos sintéticos más eficientes. Ahora bien, existe muy poca implementación de la Biocatálisis en el campo de producir nuevas e innovadoras moléculas para el descubrimiento de nuevos fármacos, aditivos alimentarios, etc. En el grupo de investigación éste es un objetivo donde se invierten esfuerzos ya que las enzimas de trabajo escogidas permiten el acceso de manera sencilla a moléculas quirales complejas que no son tan fácilmente accesibles mediante las metodologías clásicas de la síntesis orgánica. Se pretende el diseño y operación de reactores enzimáticos en medios no convencionales y el desarrollo de procesos de síntesis enzimática en cascada.
Los objectivos generales de esta línea son los siguientes:

  • Obtención de análogos de carbohidratos tipo imonociclitoles con actividad terapéutica potencial partiendo de moléculas sencillas mediante estrategias químico-enzimáticas en cascada.
  • Obtención de biocatalizadores inmovilizados estables. Modulación de la actividad enzimática.
  • Desarrollo de procesos multienzimáticos.
  • Modelización, optimización y diseño de biorreactores enzimáticos.
  • Producción de productos de interés farmacéutico estereoquímicamente puros.
  • Producción de productos de interés para la industria alimentaria (alimentos nutracéuticos, saborizantes).
  • Producción de productos de interés para la industria química (aminas quirales) y textil (moduladores de superficies de fibras sintéticas).
  • Desarrollo de procesos enzimáticos para la obtención de biocombustibles de segunda generación.
  • Desarrollo de procesos eficientes de oxidación utilizando oxidoreductasas.
  • Producción de lípidos estructurados (modificación de aceites y grasas).

Planta Piloto de Fermentación

La Planta Piloto de Fermentación (PPF) ofrece una amplia infraestructura y la experiencia y conocimiento de su personal para el desarrollo, mejora e innovación de bioprocesos basados en la utilización de microorganismos, levaduras, hongos, células animales y enzimas como biocatalizadores.

Los servicios de la PPF están orientados a empresas del sector farmacéutico, químico, cosmético y agroalimentario, facilitando la implementación de procesos de fermentación avanzados a escala industrial que aporten competitividad a dichas empresas.

Las actividades de la PPF se desarrollan bajo estricta confidencialidad y de acuerdo con el sistema de garantía del centro, actividades que se pueden clasificar en las siguientes líneas de servicios:

  • Servicios de contratación de producción (CMO) para empresas e instituciones públicas.
  • Desarrollo de procesos desde escala laboratorio a escala piloto.
  • Formación y asesoramiento en bioprocesos (operación de equipos, diseño de bioprocesos, ect.)

La PPF dispone de los equipos, los servicios y las infraestructuras necesarias para el desarrollo de bioprocesos hasta escala piloto, siendo los más destacados:

  • Fermentadores de escala laboratorio (2-5L) y escala piloto (50-300L)
  • Centrifugas tubulares (15000g) y de discos (8800g) de escala piloto.
  • Equipo de filtración tangencial para procesos de microfiltración, ultrafiltración y diálisis (hasta 2,5 m2 de área de filtración).
  • Disruptor celular mecánico de laboratorio y piloto (“french-press”).
  • Carcasas de filtración de 30”.
  • Equipamiento analítico: analizadores automáticos YSI (Yellow Springs) y Y15 (Biosystems), HPLC y HPLC-masas (Waters), cromatografía iónica.
  • Equipamiento para técnicas de biología molecular (PCR y RT-PCR, identificación de microorganismos, electroforesis).

En la web de la PPF (http://ppf.uab.cat/) se puede encontrar más información sobre las actividades del centro y de los proyectos que la PPF ha realizado en colaboración con empresas del ámbito biotecnológico.

Proyectos y contratos con empresas


Proyectos

Proyectos

Proyectos


Publicaciones

Ingeniería de Bioprocesos

  • Alcover, N., Carceller, A., Álvaro, G., Guillén, M. (2019). “Zymobacter palmae pyruvate decarboxylase production process development: Cloning in Escherichia coli, fed-batch culture and purification”. Engineering in Life Science. 19, 502-512.
  • Macedo, J.M. García-Ortega, X. Montesinos-Seguí, J.L. Freire, D.M. Valero, F (2019). Continuous operation, a realistic alternative to fed-batch fermentation for the production of recombinant lipase B from Candida antarctica under the constitutive promoter PGK in Pichia pastoris. Biochemical Engineering Journal. 147:39-47. 
  • García-Ortega, X., Cámara, E., Ferrer, P., Albiol, J., Montesinos-Seguí, J.L., Valero, F. Rational development of bioprocess engineering strategies for recombinant protein production in Pichia pastoris (Komagataella phaffii) using the methanol-free GAP promoter. Where do we stand?  (2019). New Biotechnology 53, 24-34. 
  • Nieto-Taype, M.A. Garrigós-Martínez, J. Sánchez-Ferrando, M. Valero F., García-Ortega, X. Montesinos-Seguí, J.L. Rational-based selection of optimal operating strategies and gene dosage impact on recombinant protein production in Komagataella phaffi (Pichia pastoris). (2019) Microbial Biotechnology 13, 315-32.
  • Garrigós-Martínez, J. Nieto-Taype, M.A. Gasset-Franch, A. Montesinos-Seguí, J.L.  García-Ortega, X. Valero, F. Specific growth rate governs AOX1 gene expression, affecting the production kinetics of Pichia pastoris (Komagataella phaffii) PAOX1-driven recombinant producer strains with different target gene dosage. (2019) Microbial Cell Factories. 18, 187. 
  • Macedo, J.M. Ocampo-Betancurt, M. Oliveira, A.C. Arruda, A. Castelo, V. Volcan,R. Araripe, F. Ferrer, P. Valero, F. Freire, D.M. Increase of Candida antarctica lipase B production under PGK promoter in Pichia pastoris: effect of multicopies. (2019). Brazilian Journal of Microbiology. 50 (2).
  • Barrero, J.J. Casler, J.C. Valero F., Ferrer P, Glick, B.S. An improved secretion signal enhances the secretion of model proteins from Pichia pastoris. (2018). Microbial Cell Factories, 17: 161 (1-13). 
  • •Ponte, X., Barrigón, J.M., Maurer, M., Mattanovich, D., Valero, F., Montesinos, J.L. (2018). Towards optimal substrate feeding for heterologous protein production in Pichia pastoris (Komogataella spp) fed-batch processes under PAOX1 control: a modelling aided approach. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. 93: 3208-3218. 
  • Viña-González, J., Elbl, K., Ponte, X., Valero, F., Alcalde, M. Functional expression of aryl-alcohol oxidase in Saccharomyces cerevisiae and Pichia pastoris by directed evolution. (2018).Biotechnology and Bioengineering. 115, 1666-1674.
  • García-Ortega, X., Valero, F., Montesinos-Seguí, J.L. (2017). “Physiological state as transferable operating criterion to improve recombinant protein production in Pichia pastoris through oxygen limitation”. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. 92, 2573-2582.
  • Adelantado N., Tarazona P., Grillitsch K., Valero F., Feussner, I., Daum G., Ferrer P (2017). “The effect of hypoxia on the lipidome of recombinant Pichia pastoris”. Microbial Cell Factories, 16(86) 1-15 (2017). 
  • Macedo J., Lattari F., Machado, A.C., de Castro, A., Volcán, R., Araripe, F., Valero, F., Freire, D. (2017). “Production of recombinant lipase B from Candida antárctica in Pichia pastoris under control of the promoter PGK using crude glicerol from biodiesel production as carbon source”. Biochemical Engineering Journal. (2017). 118: 123-131.
  • Ponte, X., Montesinos-Seguí, J.L., Valero F. (2016). ”Bioprocess efficiency in Rhizopus oryzae lipase production by Pichia pastoris under the control of PAOX1 is oxygen tension dependent”. Process Biochemistry, 51: 1954-1963.
  • D. Calleja, J. Kavanagh, C. de Mas, J. López-Santín (2016). “Simulation and prediction of protein production in fed-batch E. coli cultures: an engineering approach”. Biotechnology and Bioengineering 113:772-782.
  • García-Ortega X., Adelantado N., Ferrer P., Montesinos J.L., Valero F. (2016).”A step forward to improve recombinant protein production in Pichia pastoris: From specific growth rate effect on protein secretion to carbon-starving conditions as advanced strategy”.Process Biochemistry. 51:681-691. 
  • García-Ortega X., Reyes C., Montesinos J.L., Valero F. (2016). “Overall key performance indicator to optimizing operation of high-pressure homogenizers for a reliable quantification of intracellular components in Pichia pastoris”.Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 3:107, 1-9.
  • Barrigón J.M., Valero F., Montesinos J.L. (2015). A macrokinetic model-based comparative meta-analysis of recombinant protein production by Pichia pastoris under AOX1 promoter. Biotechnology and Bioengineering. 112 (6):1132-1145.
  • Pliego J., Mateos J.C., Rodriguez J., Valero F., Baeza M., Femat R., Camacho R., Sandoval G., Herrera-López E.J. (2015). Monitoring lipase/esterase activity by stopped flow in a sequential injection analysis system using p-nitrophenyl butyrate. Sensors. 15(2):2798-2811.
  • Calleja D., Fernández-Castañé A., Pasini M., de Mas C., López-Santín J. (2014). Quantitative modeling of inducer transport in fed-batch cultures of E. coli. Biochemical Engineering Journal 91:210-219.
  • Hemmerich J., Adelantado N., Barrigón J.M., Ponte X., Hörmann A., Ferrer P., Kensy F., Valero F. (2014). Comprenhensive clone screening and evaluation of fed-batch strategies in a microbioreactor and lab scale stirred tank bioreactor system: application on Pichia pastoris producing Rhizopus oryzae lipase. Microbial Cell Factories. 13:36.
  • Barba V., Arnau C., Martínez M.J., Valero F. (2014). Production of a sterol esterase from Ophiostoma piceae in batch and fed-batch bioprocesses using different Pichia pastoris phenotypes as cell factory. Biotechnology Progress 30(5):1012-1020.

Biología de Sistemas

  • Tomàs-Gamisans, M., Andrade, C.C.P., Maresca, F., Monforte, S., Ferrer, P., Albiol, J. Redox engineering by ectopic overexpression of NADH kinase in recombinant Pichia pastoris (Komagataella phaffii): Impact on cell physiology and recombinant production of secreted proteins. (2020) Applied Environmental Microbiology.2,86(6).
  • Torres, P., Saa, P.A., Albiol, J., Ferrer, P., Agosín, E.(2019). Contextualized genome-scale model unveils high-order metabolic effects of the specific growth rate and oxygenation level in recombinant Pichia pastoris. Metabolic Engineering Communications. 9, e00103. 
  • Zahrl, R.J., Gasser, B., Mattanovich, D., Ferrer P. Detection and elimination of cellular bottlenecks in protein-producing yeasts. (2019). Methods in Molecular Biology. 1923, 75-95. 
  • Cámara, E., Monforte, S., Albiol, J., Ferrer, P. Deregulation of methanol metabolism reverts transcriptional limitations of recombinant Pichia pastoris (Komagataella spp) with multiple expression cassettes under control of the AOX1 promoter (2019). Biotechnology and Bioengineering. 116(7),1710-1720.
  • Tomàs-Gamisans, M., Ødum, A.S.R., Workman, M., Ferrer, P., Albiol J. Glycerol metabolism of Pichia pastoris (Komagataella spp.) characterised by 13C-based metabolic flux analysis. (2019). New Biotechnology  50, 52-59. 
  • Tomàs-Gamisans, M., Ferrer, P., Albiol, J. (2017). “Fine-tuning the P. pastoris iMT1026 genome-scale metabolic model for improved prediction of growth on methanol or glycerol as sole carbon sources”. Microbial Biotechnology. 11, 224-237. 
  • Cámara, E., Landes, N., Albiol, J., Gasser, B., Mattanovich, D., Ferrer, P. (2017). “Increased dosage of AOX1 promoter-regulated expression cassettes leads to transcription attenuation of the methanol metabolism in Pichia pastoris”. Scientific Reports. 7, 44302. 
  • Fuentealba, P., Aros, C., Latorre, Y., Martínez, I., Marshall, S., Ferrer, P., Albiol, J., Altamirano, C. (2017). “Genome-scale metabolic reconstruction for the insidious bacterium in aquaculture Piscirickettsia salmonis”. Bioresource Technology. 223, 105-114.
  • Cámara E., Albiol J., Ferrer P. (2016). “Droplet Digital PCR-Aided Screening and Characterization of Pichia pastoris Multiple Gene Copy Strains”. Biotechnology and Bioengineering 113:1542-1551
  • Gabarró M.V., Gullón S., Vicente R.L., Caminal G., Mellado R.P., López-SantínJ.  (2017). “A Streptomyces lividans SipY deficient strain as a host for protein production: standardization of operational alternatives for model proteins”. Journal of Chemical Technology and Biotechnology 92: 217-223. 
  • Tomàs-Gamisans M., Ferrer P., Albiol J. (2016).  “Integration and Validation of the Genome-Scale Metabolic Models of Pichia pastoris: A Comprehensive Update of Protein Glycosylation Pathways, Lipid and Energy Metabolism”. Plos One, 11(1): e0148031
  • Pasini M., Fernández-Castané A., Jaramillo A., de Mas C., Caminal G., Ferrer P. (2015). “Using promoter libraries to reduce metabolic burden due to plasmid-encoded proteins in recombinant Escherichia coli”. New Biotechnology 33 (1).
  • Jordà J., Cueto Rojas H., Carnicer M., Wahl A., Ferrer P., Albiol J. (2014). Quantitative metabolomics and instationary 13C-metabolic flux analysis reveals impact of recombinant protein production on trehalose and energy metabolism in Pichia pastoris. Metabolites 4:281-299.
  • Jordà J., Santos de Jesus S., Peltier S., Ferrer P., Albiol J. (2014). Metabolic flux analysis of recombinant Pichia pastoris growing on different glycerol/methanol mixtures by iterative fitting of NMR-derived 13C-labelling data from proteinogenic amino acids. New Biotechnology 31:120-132.
  • Ferrer P., Albiol J. (2014). 13C-Based metabolic flux analysis of recombinant Pichia pastoris. Methods in Molecular Biology. 1191:291-313.
  • Ferrer P., Albiol J. (2014). 13C-Based metabolic flux analysis in yeast: The Pichia pastoris case. Methods in Molecular Biolology. 1152:209-232.
  • Vázquez-Lima F., Silva P., Barreiro A., Martínez-Moreno R., Morales P., Quirós M., González R., Albiol J., Ferrer P. (2014). Use of chemostat cultures mimicking different phases of wine fermentations as a tool for quantitative physiological analysis. Microbial Cell Factories. 13:85.
  • Saubí N., Gea-Mallorquí E., Ferrer P., Hurtado C., Sánchez-Úbeda S., Eto Y., Gatell J.M., Hanke T., Joseph J. (2014). Engineering new mycobacterial vaccine design for HIV-TB pediatric vaccine vectored by lysine auxotroph of BCG. Molecular Therapy – Methods and Clinical Development. 1:14017.

Biocatálisis Aplicada

  • Achouri, N.Tomàs-Gamisans, M. Triki, S. Valero, F. Miled, N. Fendri, A. Smichi, N. (2020). Dissecting the interaction deficiency of a cartilaginous fish digestive lipase with pancreatic colipase: biochemical and structural insights. Biomed Research International (in press).
  • Solé, J., Brummund, J., Caminal, G., Álvaro, G., M., Schürman, Guillén, M. ,(2019). “Enzymatic Synthesis of Trimethyl-ϵ-caprolactone: Process Intensification and Demonstration on a 100 L Scale”. Organic Process Research and Development. 23 ,2336-2344.
  • Solé, J., Brummund, J., Caminal, G., Schürman, M., Álvaro, G., Guillén, M. ,(2019). “Ketoisophorone Synthesis with an Immobilized Alcohol Dehydrogenase”. ChemCatChem. 11 ,4862-4870. 
  • Solé, J., Brummund, J., Caminal, G., Schürman, M., Álvaro, G., Guillén, M.,(2019). “Trimethyl-ε-caprolactone synthesis with a novel immobilized glucose dehydrogenase and an immobilized thermostable cyclohexanone monooxygenase”. Applied Catalysis A General. 585, art. Number 117187. 
  • García-Bofill, M., Sutton, P.W., Guillén, M., Álvaro, G..,(2019). “Enzymatic synthesis of vanillin catalysed by an eugenol oxidase”. Applied Catalysis A General. 582, art. Number 117117. 
  • Delgove M.A.F., Valencia D, Solé J., Bernaertsa k.v., De Wildemana S.M.A., Guillén M., Álvaro G., (2019). “High performing immobilized Baeyer-Villiger monooxygenase and glucose dehydrogenase for the synthesis of ε-caprolactone derivative”. Applied Catalysis A, General. 572 ,134–141.
  • Solé, J., Caminal, G., Schürmann, M., Álvaro, G., Guillén, M. (2019). “Co-immobilization of a P450 BM3 and glucose dehydrogenase on diferent suports for application as self-sufficient oxidative biocatalyst”. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. 94, 244-255.
  • López-Fernández, J. Barrero, J.J. Benaiges, M.D. Valero, F. (2019) Truncated prosequence of Rhizopus oryzae lipase: key factor for production improvement and biocatalyst stability. Catalyst. 9, 961.
  • Valencia, D., Guillén, M., Fürst M., López-Santín J., Álvaro G. (2018). “An immobilized and highly stabilized self-sufficient monooxygenase as biocatalyst for oxidative biotransformations”. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. 93, 985-993.
  • Lotti, M., Pleiss, J., Valero, F.,  Ferrer, P. Enzymatic Production of Biodiesel: Strategies to Overcome Methanol Inactivation. (2018). Biotechnology Journal (13(5), e1700155. 
  • Koutinas, M., Yiangou, C., Osorio, N.M., Ioannou, K., Canet, A., Valero, F., Ferreira-Dias S. Application of commercial and non-commercial immobilized lipases for biocatalytic production of ethyl lactate in organic solvents. (2018). Bioresource Technology, 247, 496-503.
  • Bonet-Ragel, K., López-Pou L., Tutusaus, G., Benaiges, M.D., Valero F. (2018). “Rice husk ash as a potential carrier for the immobilization of lipases applied in the enzymatic production of biodiesel”. Biocatalysis and Biotransformation. 36(2), 151-158.
  • Koutinas, M., Yiangou, C., Osorio, N.M., Ioannou, K., Canet, A., Valero, F., Ferreira-Dias S. (2018). “Application of comercial and non-commercial immobilized lipases for biocatalytc production of etyl lactate in organic solvents”. Bioresource Technology, 247, 496-503.
  • Costa, C.M., Osório, N.M., Canet, A., Rivera, I., Sandoval, G., Valero, F., Ferreira-Dias S. (2018). “Production of MLM type structured lipids from grapeseed oil catalyzed by non-commercial lipases”. European Journal of Lipid Science and Technology. 120, 1-8
  • Bonet-Ragel, K., Canet A., Benaiges M.D., Valero F. (2018). “Effect of acyl-acceptor stepwise addition strategy using alperujo oil as a substrate in enzymatic biodiesel synthesis”. Journal of Chemical technology and Biotechnology. 93, 541-547.
  • Masdeu G., Kralj S., Pajk S., López-Santín J., Makovec D., Álvaro G. (2018).”Hybrid chloroperoxidase-magnetic nanoparticle clústers: effect of functionalization on biocatalyst performance”. Journal of Chemical Technology and Biotechnology 93: 233-245
  • Filice M., Molina M., Benaiges M.D., Abian O., Valero F., Palomo JM. (2017). Solid-surface activated recombinant Rhizopous oryzae  lipase expressed in Pichia pastoris  and chemically modified variants as efficient catalysts in the synthesis of hydroxy monodeprotected glycols”. Catalysis Science & Technology 7, 1766- 1775.
  • Canet A., Bonet-Ragel K., Benaiges M.D., Valero F. (2017). Biodiesel synthesis in a solvent-free system by recombinant Rhizopus oryzae: comparative study between a stirred tank and a packed-bed batch reactor. Biocatalysis and Biotransformation, 35 (1), 35-40. 
  • Sandoval G., Casas-Godoy, L., Bonet-Ragel, K., Rodrigues, J., Ferreira-Dias, S., Valero, F. (2017). “Enzyme-catalyzed production of biodiesel as alternative to chemical-catalyzed processes: Advantages and Constraints”. Current Biochemical Engineering. 4 (2),109-141.
  • Canet, A., Benaiges, M.D., Valero, F., Adlercreutz, P. (2017). Exploring substrate specificities of a recombinant Rhizopus oryzae lipase in biodiesel synthesis. New Biotechnology. 39, 59-67. 
  • Rodríguez-Hinestroza R.A. , López, C., López-Santín, J., Kane, CH., Benaiges, M.D., Tzedakis, T. (2017). “HLADH-catalyzed synthesis of β-amino acids, assisted by continuous electrochemical regeneration of NAD+ in a filtre press microreactor”. Chemical Engineering Science 158: 196-207. 
  • Quintana P.G., Canet A., Marciello M., Valero F., Palomo J.M., Baldessari A. Enzyme catalyzed preparation of chenodeoxycholic esters by an immobilized heterologousRhizopus oryzae lipase. (2015). Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 118:36-42.
  • Bonet-Ragel K., Canet A., Benaiges M.D., Valero F. Synthesis of biodiesel from high alperujo oil catalysed by immobilized lipase. (2015). Fuel. 161:12-17.
  • Faustino A. R., Osório N. M., Tecelão C., Canet A., Valero F., Ferreira-Dias S. Camelina oil as a source of polyunsaturated fatty acids for the production of human milk fat substitutes catalyzed by a heterologous Rhizopus oryzae lipase. (2016). European Journal of Lipid Science and Technology 118:532-544.
  • Canet A., Bonet-Ragel K., Benaiges M.D., Valero F. Lipase-catalysed transesterification: Viewpoint of the mechanism and influence of free fatty acids. (2016). Biomass and Bioenergy. 85:94-99.
  • Rodrigues J, Canet A., Rivera I., Osório N.M., Sandoval G., Valero F., Ferreira-Dias S. Biodiesel production from crude Jatropa oil catalyzed by non-conventional immobilized heterologous Rhizopus oryzae and Carica papaya lipases. (2016). Bioresource Technology. 213: 88-95.
  • Clementz A.L., Del Peso, G., Canet A., Yori J.C., Valero F. Utilization of discard bovine bone as a support for immobilization of recombinant Rhizopus oryzae lipase expressed in Pichia pastoris. (2016). Biotechnology Progress.  32(5), 1246-1253.
  • Guillén, M., Benaiges, M.D., Valero, F. Improved ethyl butyrate synthesis catalyzed by an immobilized recombinant Rhizopus oryzae lipase: A comprehensive statiscal study by production, reaction rate and yield analysis. (2016). Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 133 S371-S-376.
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